Propiedades Antimicrobianas, Antioxidantes y Cicatrizantes de Heridas de Kigelia africana (Lam.) Beneth. y Strophanthus hispidus DC.

Resumen

Las infecciones microbianas de varios tipos de heridas son un desafío para el tratamiento de heridas y la cicatrización de heridas. El estudio tenía por objeto investigar las propiedades antimicrobianas y antioxidantes de los extractos de corteza de tallo y hoja de metanol de Kigelia africana y de raíz y hoja de metanol de Strophanthus hispidus, así como determinar las propiedades curativas de las heridas de los extractos. Las actividades antimicrobianas de los extractos de metanol se determinaron contra dos bacterias Gram positivas y dos bacterias Gram negativas y un hongo utilizando métodos de difusión y microdilución de agar. La actividad antioxidante se determinó utilizando el método de 1,1-difenil-2-picril–hidracilo (DPPH). La influencia de los extractos en la tasa de cierre de heridas se investigó utilizando el modelo de herida por escisión y la investigación histopatológica de tejidos de heridas tratados y no tratados realizada. Los MICs del extracto de hoja de K. africana frente a organismos de prueba fueron de 2,5 a 7,5 mg/ml y el extracto de corteza de tallo, de 2,25 a 7.5 mg / ml. El extracto de hoja de S. hispidus tenía un rango de CMI de 2.5-7.5 mg / ml y de 2.5-10 mg/ml para el extracto de raíz. La CI50 de extractos de corteza de hoja y tallo de K. africana fue de 56,9 y 13,7 µg/mL, respectivamente, y de hoja y raíz de S. hispidus fue de 49,8 y 45,1 µg/mL, respectivamente. Los extractos de K. africana (7,5% p/p) mostraron una contracción significativa de la herida en el día 7 con un 72% de cierre de la herida, mientras que se observaron contracciones significativas de la herida en el día 11 para la corteza del tallo de K. africana, extractos de hojas y raíces de S. hispidus. Los tejidos de heridas tratados con los extractos mostraron una mejor colagenación, reepiteliazición y una rápida formación de granulación en comparación con los tejidos de heridas no tratados. Se encontró que los extractos contenían alcaloides, saponinas, taninos, flavonoides, carbohidratos y glucósidos sapogenéticos. Se desarrollaron las impresiones dactilares de HPLC de los extractos. Los extractos de hoja, corteza de tallo y raíz de K. africana y S. hispidus exhibieron propiedades antimicrobianas, antioxidantes y curativas mejoradas de heridas, que pueden justificar los usos medicinales de las plantas para el tratamiento de infecciones microbianas y heridas.

1. Introducción

La herida se usa más comúnmente cuando se refiere a una lesión en la piel o los tejidos u órganos subyacentes por un golpe, un corte, un misil o una puñalada. Herida también incluye lesiones en la piel causadas por productos químicos, frío, fricción, calor, presión y rayos, y manifestación en la piel de afecciones internas, por ejemplo, úlceras por presión y úlceras . Las heridas tienen un tremendo impacto en la economía de la salud curativa. Las heridas crónicas representan una carga importante para la salud y agotan los recursos sanitarios en todo el mundo, incluida Ghana .

Un problema importante con las heridas es el alto riesgo de infección; por lo tanto, si se utiliza un agente activo contra estos microorganismos que causan la infección en el proceso de curación, entonces ayudará a reducir el riesgo de infección y el tiempo total para la curación de heridas se puede reducir significativamente. Por ejemplo, es muy fácil que las bacterias entren a través de la piel rota y penetren en el resto del cuerpo. Las bacterias colonizan las heridas dentro de las 48 horas posteriores a la lesión y bacterias como Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa y Streptococcus spp pueden causar infección y esto puede prolongar la fase inflamatoria de la cicatrización de heridas . Por lo tanto, los agentes antimicrobianos adecuados se pueden usar de forma tópica o sistemática para prevenir la infección de heridas y acelerar el proceso de curación de heridas.

El proceso de inflamación normalmente conduce a la liberación de mediadores biológicamente activos para atraer neutrófilos, leucocitos y monocitos, al área de la herida y estos atacan residuos extraños y microorganismos a través de la fagocitosis. Esto conduce a la producción de radicales libres de oxígeno, como el peróxido de hidrógeno, el anión superóxido y el anión hidroxilo, y el exceso de estos agentes causa daño tisular en el hombre o el animal si abruman a los antioxidantes naturales del huésped, como la catalasa, la superóxido dismutasa y la glutatión peroxidasa. Por lo tanto, los antioxidantes previenen la actividad de los radicales libres y, por lo tanto, previenen el daño a las células y los tejidos, proporcionando protección a sujetos humanos y animales, y también mejoran la curación de heridas infectadas y no infectadas .

Kigelia africana (Lam.) Beneth. pertenece a la familia Bignoniaceae. Se le conoce como» Nufutene » en la localidad de Asante-Twi en Ghana. Está muy extendida en África, incluyendo Ghana, Sierra Leona, Gambia, Sudán y Nigeria, y se encuentra en sabanas húmedas y cerca de cuerpos de ríos, donde se encuentra en abundancia . Se utiliza para tratar dolencias de la piel, incluyendo infecciones por hongos, forúnculos, psoriasis y eccema, lepra, sífilis y cáncer. Se ha encontrado que las raíces, la madera y las hojas contienen kigelinona, ácido vernólico, kigelina, iridoides, luteolina y 6-hidroxiluteolina . Los iridoides tienen efecto antibacteriano .

Strophanthus hispidus DC. pertenece a la familia Apocynaceae y se llama «Maatwa» en el Asante-Twi local. Se encuentra en toda África y en los bosques de sabanas de Ghana, Senegal, Sudán, República Democrática del Congo, Uganda y Tanzania. Tiene muchos usos medicinales, como antídoto para el veneno de la cobra de cuello negro, en el tratamiento de úlceras de sífilis, sífilis ósea y llagas y heridas de gusano de guinea . La planta contiene un glucósido amorfo (pseudo-estrofantina) con aceite pesado, dos alcaloides (trigonelina y colina), resina, mucílago y un azúcar ramnosa . El objetivo del estudio es investigar las propiedades antimicrobianas, antioxidantes y cicatrizantes de heridas de los extractos de hojas y tallos de metanol de K. africana y de hojas y raíces de metanol de S. hispidus.

2. Materiales y Métodos

2.1. Materiales vegetales y Productos químicos

Corteza de tallo y hojas de K. africana y hojas y raíces de S. hispidus se recolectaron en mayo de 2011 de Krofrom en el distrito de Atwima-Kwanwoma de la Región de Ashanti y fueron autenticados por el Dr. A. Asase del Herbario de Ghana, Departamento de Botánica, Universidad de Ghana. Se han depositado ejemplares de comprobantes de las plantas en el Herbario de Ghana, Universidad de Ghana, Ghana. Las diversas partes de la planta se secaron a temperatura ambiente (28-30°C) durante dos semanas. Las partes secas de la planta se molían en materiales en polvo. A menos que se indique lo contrario, todos los productos químicos se compraron a Sigma (Deisenhofen, Alemania).

2.2. Preparación de Extractos

Se agregaron veinte gramos de hojas de K. africana en polvo 300 mL de metanol al 70% y se extrajeron con Ultra-Turrax T 50 (Janke & Kunkel, Labortenik, Alemania) bajo enfriamiento con hielo a una velocidad de 24000 rpm durante 3-5 min. La mezcla resultante se filtró con el papel de filtro Whatmann No. 10. El evaporador rotativo se utilizó para concentrar el sobrenadante por debajo de 40°C y liofilizarlo. El procedimiento se repitió para todos los materiales vegetales en polvo restantes (corteza del tallo de K. africana, hojas y raíces de S. hispidus). Los rendimientos de extracto de hoja (KAL) y extracto de corteza de tallo (KASB) de K. africana y extracto de hoja (SHL) y extracto de raíz (SHR) de S. hispidus fueron de 4.3, 12.8, 13.0 y 11.4% p/p (relacionados con el material seco) respectivamente.

2.3. Cribado fitoquímico preliminar

Se realizó un cribado fitoquímico en extractos de hojas y tallos de metanol de K. africana y hojas y raíces de S. hispidus para determinar la presencia de almidón, taninos, glucósidos (sapogenéticos, antracenos y cianogenéticos), flavonoides, esteroides y alcaloides . El contenido de taninos se determinó según los métodos de Glasl y utilizando pirogalol (Merck, Darmstadt, Alemania, pureza 99,5%, HPLC) como compuesto de referencia.

2.4. Impresión digital de extractos por HPLC

La impresión digital por HPLC de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) se realizó en un sistema de HPLC Termo Finnigan utilizando Hypersil Gold C18, columna de fase inversa ( mm). La concentración de extractos fue de 10 mg / ml. Condiciones óptimas de CLAR: Volumen de inyección: 10 µL, Longitud de onda de detección: 254 nm, Fase móvil: metanol: agua / 50: 50 (condición isocrática), Temperatura: 22°C, Presión de la bomba: 28 MPa, Caudal: 1 mL/min y tiempo de funcionamiento: 10 min.

2.5. Determinación de la Actividad Antimicrobiana de los extractos

2.5.1. Prueba de Sensibilidad antimicrobiana

Las actividades antimicrobianas de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) y de los medicamentos de referencia (cloranfenicol y clotrimazol (Sigma, Deisenhofen, Alemania) se determinaron de acuerdo con el método descrito por Agyare y sus colegas . Se utilizaron medios de agar nutritivo (Oxoid Limited, Reino Unido) y agar sabouraud (Oxoid Limited, Reino Unido) para ambas determinaciones de actividades antibacterianas y antifúngicas, respectivamente. Se utilizaron cien microlitros (106 UFC/ml) de los organismos de prueba (Escherichia coli ATCC 25922, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Staphylococcus aureus ATCC 25923, Bacillus subtilis NCTC 10073 y agente fúngico clínico Candida albicans) para sembrar placas de agar nutritivo y agar sabouraud, respectivamente. En cada una de estas placas, se cortaron cuatro (4) pocillos equidistantes de 8 mm de diámetro con barrenador de corcho estéril y pocillos llenos de diferentes concentraciones de extractos y fármacos de referencia disueltos en sulfóxido de dimetilo (DMSO) y se dejaron difundir a temperatura ambiente (28-30°C) durante 1 h. Las zonas de inhibición del crecimiento se midieron después de 24 h de incubación a 37 ° C (para la bacteria) y 3 días a 30°C (para el hongo). Se determinó la actividad de DMSO y se encontró que no presentaba actividad contra los organismos de prueba.

2.5.2. Método de microdilución

Los MICs de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) contra las bacterias de prueba se determinaron utilizando la técnica de microdilución modificada descrita por Agyare et al. y Eloff . Las soluciones de prueba (100 mg/ml) de los extractos se prepararon con DMSO y la solución de prueba (25-100 µL) se diluyó en serie a 100 µg/mL y se añadieron 100 µL (106 ufc/ml) de las bacterias de prueba cultivadas en caldo nutritivo (Oxoid Limited, Reino Unido) a cada pocillo en las microplacas. Las microplacas cubiertas se incubaron a 37°C durante 24 h. Para indicar el crecimiento, se agregaron 30 µL de bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolio disuelto en agua a los pozos de la microplaca y se incubaron a 37°C durante 30 min. Prueba de agente fúngico (C. albicans) se cultivó en caldo de dextrosa sabouraud (Oxoid Limited, Reino Unido) y luego se incubó durante 3 días a 30°C. Los MICs de extractos de KAL, KASB, SHL y SHR contra el hongo de prueba se determinaron de acuerdo con las pautas descritas en el Comité Nacional de Estándares de Laboratorio Clínico para Hongos filamentosos. Las concentraciones inhibitorias mínimas de los extractos frente a los organismos de ensayo se detectaron como la concentración mínima de extractos que no presentaban crecimiento microbiano tras la adición de MTT al medio y la incubación a 37°C durante 20 minutos . Los experimentos anteriores se repitieron tres veces.

2.6. Determinación de la Actividad de Eliminación de Radicales Libres

Las actividades de eliminación de radicales libres de los extractos se determinaron de acuerdo con el método de Chizzola y sus colegas utilizando 1, 1-difenil-2-picril-hidracilo (DPPH). Se preparó una solución (0,1 mm) de DPPH en metanol y se añadieron 10 µL de esta solución a 100 µL de extractos de metanol junto con α-tocoferol a diferentes concentraciones en placas de microtitulación de 96 pocillos. Las placas se agitaron durante 30 segundos y después de 30 minutos se midió la absorbancia a 517 nm. El porcentaje de inhibición (%) de la eliminación de radicales se calculó utilizando la siguiente ecuación. Inhibición, donde está la absorbancia del control, es la absorbancia de la muestra a 517 nm y Concentración inhibitoria, CI50 es la cantidad (µg/mL) que reduce la absorbancia en un 50%.

2.7. Evaluación de las Propiedades de Cicatrización de Heridas (Modelo de Herida por Escisión)

2.7.1. Los animales experimentales

Treinta y cinco ratas (hembra Sprague Dawley) fueron alojadas en jaulas de acero inoxidable y alimentadas con la dieta normal de ratas comerciales (GAFCO, Tema, Ghana), se les dio agua ad libitum y se mantuvieron en condiciones de laboratorio (temperatura 28-30°C, humedad relativa 60-70% y ciclo normal de luz y oscuridad). Un día antes del experimento, las ratas fueron llevadas al laboratorio y habituadas al manejo del experimentador y al aparato para minimizar el efecto del estrés y la novedad. Todos los procedimientos y técnicas utilizados en estos estudios se ajustaron a las Directrices del Instituto Nacional de Salud para el Cuidado y el Uso de Animales de Laboratorio (NIH, publicación No.83-23 del Departamento de Servicios de Salud, revisada en 1985). Los protocolos para el estudio fueron aprobados por el Comité de Ética Departamental.

2.7.2. Modelo de herida de escisión

Los animales (ratas Sprague Dawley hembras) con un peso de 115-120 g fueron anestesiados con ketamina a 120 mg/kg de peso corporal por vía subcutánea antes de la creación de las heridas. El pelaje dorsal de los animales se afeitó a un diámetro circular de unos 40 mm por medio de cuchillas de afeitar y el área prevista de la herida a crear se delineó en la piel afeitada. Las áreas se limpiaron con etanol al 70% antes de que se crearan las heridas de escisión de acuerdo con el método modificado de Bhakta et al. . Se crearon heridas en la piel a lo largo de las marcas con pinzas dentadas, cuchillas quirúrgicas y tijeras puntiagudas. Las heridas enteras se dejaron abiertas y los animales se dividieron en siete (7) grupos de cinco animales cada uno. El primer grupo fue tratado tópicamente con un ungüento de sulfadiazina de plata al 1% p/p (Arytons Drugs, Ghana) como medicamento de referencia . El segundo grupo fue tratado con crema acuosa (vehículo). El tercer grupo no recibió tratamiento y permitió que se produjera una cicatrización normal de las heridas. Los últimos cuatro grupos fueron tratados con cremas de extracto al 7,5% p/p (KAL, KASB, SHL y SHR), respectivamente. El tratamiento de heridas comenzó el 2do día después de la creación de la herida. Los extractos y medicamentos de referencia se aplicaron tópicamente a las heridas 24 horas por 24 días. Durante el tratamiento, se tomaron fotografías a escala de las áreas de la herida (por medio de una cámara digital de alta resolución) junto con una medición a escala milimétrica cada 48 h a partir del primer día de tratamiento de la herida. Las áreas de la herida se determinaron cada dos días hasta el día 24.

2.8. Estudios histopatológicos

Se tomaron muestras de tejido de heridas de animales no tratados y tratados durante el proceso de curación el día 14. La cicatriz transversal de la herida de espesor completo, de aproximadamente 6 mm de espesor de cada grupo, se recolectó al final del experimento para evaluar las alteraciones histopatológicas . Las muestras se fijaron en formalina tamponada al 10% durante 24 h y se deshidrataron con una secuencia de soluciones de series de etanol-xileno, se procesaron y bloquearon con parafina a 40-60 ° C y luego se seccionaron en secciones de 5-6 µm de espesor. Las secciones fueron teñidas con tinción de hematoxilina y eosina, tinción de Van Gieson y tinción azul de toluidina. Se verificaron las secciones teñidas de hematoxilina y eosina y las secciones teñidas de Van Gieson para determinar la deposición de colágeno. Se utilizaron secciones teñidas de azul de toluidina para teñir mastocitos .

2.9. Análisis estadístico

GraphPad Prism Versión 5.0 para Windows (Software GraphPad, San Diego, CA, EE.UU.) se utilizó para todos los análisis estadísticos. Los datos se presentan como SEM () medio y se analizan mediante ANOVA unidireccional seguido de la prueba de comparación múltiple de Dunnet. * , * * y *** se consideraron estadísticamente significativos en todos los análisis. Los gráficos se trazaron utilizando Sigma Plot para Windows Versión 11.0 (Systat Software Inc., Alemania).

3. Resultados

3.1. El cribado fitoquímico preliminar

Se encontró que tanto la corteza de la hoja como del tallo de K. africana y S. hispidus contenían taninos (con cantidades variables), esteroides, saponinas, glucósidos sapogenéticos e hidratos de carbono, mientras que las hojas de las dos plantas contienen flavonoides. Los alcaloides estaban presentes tanto en la hoja como en la raíz de S. hispidus (Tabla 1).

3.2. Impresión digital por HPLC de extractos

La impresión digital por HPLC de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) se determinó para identificar los picos principales (compuestos) en los diversos extractos con fines de identificación y control de calidad (Figuras 1, 2, 3 y 4).

Figura 1

cromatograma HPLC (dedo-impresión) de metanol extracto de la hoja (KAL) de K. africana a 254 nm.

Figure 2

HPLC chromatogram (finger-printing) of methanol stem bark extract (KASB) of K. africana at 254 nm.

Figure 3

HPLC chromatogram (finger-printing) of methanol leaf extract (SHL) of S. hispidus at 254 nm.

Figura 4

cromatograma HPLC (dedo-impresión) de metanol extracto de raíz (SHR) de S. hispidus a 254 nm.

3.3. Actividad antimicrobiana

Se encontró que los extractos de metanol (KAL, KASB, SHL y SHR) eran activos contra los organismos de prueba (E. coli, P. aeruginosa, S. aureus, B. subtilis y C. albicans) con zonas medias de inhibición variables y que P. aeruginosa era menos susceptible a los extractos. Los rangos de concentración inhibitoria mínima de K. los extractos de africana (KAL y KASB) frente a los organismos de prueba fueron de 2,25 a 7,5 mg/ml y el de los extractos de S. hispidus (SHL y SHR) de 2,5 a 10 mg / ml (Tabla 2). Con respecto al método de difusión de agar, todos los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) con concentraciones de 20 y 50 mg/ml presentan zonas de inhibición frente a los organismos de ensayo superiores a 10 mg/ml (cuadro 3).

3.4. Actividad antioxidante

Todos los extractos mostraron algún nivel de propiedades antioxidantes, con KASB con IC50 más bajo y KAL con la actividad libre de eliminación de residuos más baja (Tabla 4 y Figura 5).

Figura 5

de radicales Libres en las actividades de metanol extracto de la hoja (KAL) y madre extracto de corteza (KASB) de K. africana y extracto de hoja (SHL), extracto de raíz (SHR) de S. hispidus y tocoferol (antioxidante de referencia) determinado por el método DPPH.

3.5. Actividad de cicatrización de heridas (Tasa de Cierre de Heridas)

Todos los grupos tratados con extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) mostraron actividades significativas en las tasas de cierre de heridas en comparación con los no tratados y el vehículo solo, con KAL y SHL que tuvieron influencias significativas ( y , resp.) sobre la tasa de cierre de heridas del 7 al 15 días después del tratamiento (Figuras 6 y 8, Tabla 5) y KASB y SHR que muestran efectos similares significativos en la cicatrización de heridas del 10 al 18 días después del tratamiento (Figuras 7 y 9, Tabla 5).

3.6. Estudios histopatológicos

Los estudios histológicos revelaron una proliferación profusa de fibroblastos con diversos grados de fibrosis. Las muestras mostraron fibrosis densa y espesa del 70 al 80% para las heridas tratadas con los extractos, mientras que la pomada de sulfadiazina plateada al 1% p/p (control positivo) mostró fibrosis del 60 al 70%. Las células de fibroblastos y las fibras de colágeno estuvieron presentes de manera prominente en los grupos tratados con extractos y referencia en comparación con el control no tratado. Hubo angiogénesis profusa, colagenación mejorada y reepitelización, evidencia de respuestas marcadas al tratamiento en medio de inflamación persistente con tejidos de heridas tratados con los extractos en comparación con los tejidos de heridas no tratados (Figura 10).

(un)

(b)

(c)

(d)

(e)

(f)

(a)
(b)
(c)
d)
(e)
(f)

Figura 10

el examen Histopatológico de la herida de los tejidos tratados con vehículo, extractos, y los tejidos no tratados. Imágenes representativas teñidas con tinción de hematoxilina y eosina, tinción de Van Gieson y tinción azul de toluidina tratadas diariamente con cremas al 7,5% p/p de extracto de hoja de metanol (KAL) de K. africana (a), extracto de corteza de tallo de metanol (KASB) de K. africana (b), crema de extracto de hoja de metanol (SHL) de S. hispidus (c) y crema de extracto de raíz de metanol (SHR) de S. hispidus (d) y tejidos de heridas no tratados (e) durante 14 días. a) KAL: angiogénesis profusa, colagenación mejorada y reepitelización, evidente de respuestas marcadas al tratamiento en medio de una inflamación persistente. b) KASB: angiogénesis y formación de tejido de granulación apreciables con evidencia de apoptosis después de necrosis tisular con colagenación y reepitelización menos intensas. c) LSH: Con colagenación y reepitelización intensas apreciables. (d) SHR: Con formación apreciable de tejido de granulación que se manifiesta como relleno de tejido. La colagenación y la reepitelización también fueron serias en comparación con el tejido de la herida no tratado. e) Tejidos de heridas no tratados con inflamación persistente con zona de heridas incompleta; evidencia de mala formación de tejido de granulación, colagenación y reepitelización, pero angiogénesis profusa. f) Los tejidos tratados con sulfadiazina de plata al 1% p/p mostraron una rápida formación de tejido de granulación, colagenación, evidente cicatrización mejorada de la herida y reepitelización evidente de la superficie de la herida queratinosa desigual. Leyenda: AG: angiogénesis, CO: colagenación, DS: espacio muerto después de la necrosis, GR: tejido de granulación después de la apoptosis, IC: área de la herida incompleta, IF: tejido inflamado, KE: epitelio queratinoso, ND: restos necróticos de inflamación persistente. RE: reepitelización.

4. Discusión

La presente investigación describe algunas de las actividades biológicas, incluidas las propiedades antimicrobianas y cicatrizantes de las hojas, la corteza del tallo y los extractos de raíces de las plantas tropicales K. africana y S. hispidus. Los productos vegetales son agentes curativos potenciales de heridas, y en gran medida preferidos debido a su disponibilidad generalizada, menos o ningún efecto secundario y eficacia como preparaciones crudas . El cribado fitoquímico de las hojas secas y la raíz de S. hispidus reveló la presencia de taninos, alcaloides, saponinas, esteroides, carbohidratos y glucósidos sapogenéticos, y flavonoides en las hojas. Los alcaloides estaban ausentes en las hojas secas y la corteza del tallo de K. africana y las saponinas, esteroides, carbohidratos y glucósidos sapogenéticos estaban presentes en ambos materiales vegetales. También se encontraron flavonoides en las hojas de K. africana (Tabla 1). La impresión digital por HPLC de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) también se desarrolló con fines de identificación y control de calidad (Figuras 1, 2, 3 y 4).

Los componentes fitoquímicos de una planta a menudo determinan la acción fisiológica sobre el cuerpo humano. Los antioxidantes son agentes que protegen a las células contra el daño causado por moléculas conocidas como radicales libres. Las actividades antioxidantes de los extractos se deben principalmente a la presencia de compuestos fenólicos como flavonoides, ácidos fenólicos, taninos y diterpenos fenólicos . Por lo tanto, los componentes de los extractos, como los taninos y los flavonoides, desempeñan un papel importante en la cicatrización de heridas al prevenir y proteger el daño oxidativo de los radicales libres .

La actividad antimicrobiana de los extractos metanol de hojas y corteza de tallo de K. africana y hojas y raíces de S. hispidus se determinó contra cuatro bacterias, dos bacterias Gram positivas (S. aureus y B. subtilis), dos bacterias Gram negativas (E. coli y P. aeruginosa) y un hongo (C. albicans), utilizando el método de difusión de agar en placa de copa. Los extractos de metanol de las dos plantas eran activos frente a todos los organismos analizados (tabla 2). La concentración inhibitoria mínima (CMI) se determinó como la concentración más baja de extracto crudo a la que el crecimiento microbiano no y la CMI de KAL frente a S. aureus, B. subtilis, E. coli, P. aeruginosa y C. albicans fueron de 5, 2,5, 5,5, 7,5 y 2,5 mg/ml, respectivamente, y la de KASB fueron de 5, 5,5, 5,25, 7,5 y 2,25 mg/ml, respectivamente. Los extractos de SHL y SHR también mostraron una actividad antimicrobiana similar y sus MICs estaban en el mismo rango que los extractos de K. africana (Tablas 2 y 3). Las actividades antibacterianas y antifúngicas de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) fueron similares a la actividad exhibida por los extractos de hojas de Kigelia pinnata (Jacq.) DC. según lo informado por Binutu et al. . La acción antimicrobiana de los extractos puede atribuirse a la naturaleza astringente de los componentes fenólicos, incluidos los taninos y otros polifenoles presentes en los extractos .

La presencia de bacterias patógenas como Estafilococos, Estreptococos y Pseudomonas en heridas normalmente puede conducir a la infección de heridas que puede dar lugar a la formación de heridas crónicas . A partir de este estudio, se observó que los extractos de K. africana y S. hispidus exhibían una fuerte y amplia actividad antimicrobiana contra estos patógenos. Dado que la mayoría de los micros de los extractos contra los organismos de prueba estaban por debajo de 8 mg/ml, se podría inferir que los extractos exhibían una potente actividad antimicrobiana según Fabry y sus colegas . La aplicación tópica de agentes antimicrobianos o extractos es un método de terapia eficiente para destruir poblaciones microbianas debido a la disponibilidad de los agentes activos en el sitio de la herida, lo que conduce a una mayor actividad curativa de la herida .

Los valores de CI50 de los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) fueron de 1,5, 56,9, 13,7, 49,8 y 45,1 µg/mL, respectivamente (Tabla 4). Estos resultados sugieren que estos extractos poseen propiedades antioxidantes con excepción de los extractos de S. hispidus y esto podría facilitar la curación de heridas . Esto puede indicar que los usos tradicionales de S. hispidus como agente cicatrizante de heridas puede no ser necesariamente debido a su actividad antioxidante, sino que se basa en otros efectos biológicos. Los valores de IC50 de las hojas y la corteza del tallo de K. africana fueron similares a los hallazgos de Gathirwa y sus colegas .

Los extractos (KAL, KASB, SHL y SHR) tuvieron una influencia significativa en la tasa de cierre de heridas en función de los diferentes días de tratamiento de las heridas con los extractos en comparación con los no tratados. El extracto de SHL mostró un efecto mejorado significativo en el proceso de cicatrización de heridas en el día 11 () con un porcentaje de cierre de la herida de 90.13 (Figura 8) en comparación con las heridas no tratadas. La influencia del LSH en las heridas fue similar a la del extracto de RSH con un aumento significativo de la tasa de contracción de la herida el día 11 () y cierre de la herida del 91,72% (Figura 9). La influencia del extracto de KASB (Figura 7) fue similar a la de los extractos de SHL y SHR. Sin embargo, el extracto de KAL mejoró significativamente la contracción de la herida desde el día 7 () con un cierre de la herida del 85,1% (Figura 6) hasta el día 17. El examen histopatológico de los tejidos de la herida reveló angiogénesis profusa, colagenación mejorada y reepitelización en comparación con las heridas no tratadas (Figura 10). Estas actividades biológicas de los extractos pueden deberse a la mayor proliferación de fibroblastos y queratinocitos y a la reducción exitosa de bacterias patógenas por los extractos, lo que puede atribuirse a los componentes fitoquímicos de los extractos.

Los efectos observados en las heridas tratadas con crema y en las heridas no tratadas no fueron estadísticamente significativos en comparación con los extractos o las heridas tratadas con sulfadiazina de plata (referencia). Esto también puede indicar que los componentes de la crema acuosa no interfirieron con la actividad de los extractos y, por lo tanto, los efectos mejorados de los extractos pueden deberse únicamente a los principios bioactivos presentes en estos extractos. Los efectos curativos de las heridas de los extractos pueden deberse a los diversos componentes fitoquímicos presentes en ellos. Se sabe que los taninos como las proantocianidinas y otros taninos, como el ácido tánico, la geraniina y la furosina, facilitan la cicatrización de heridas . Se encontró que los extractos contenían flavonoides y saponinas, y se ha encontrado que estos metabolitos secundarios mejoran la cicatrización de heridas y, por lo tanto, los efectos mejorados de cicatrización de heridas de los extractos pueden atribuirse a sus constituyentes fitoquímicos.

Los hallazgos anteriores pueden apoyar las afirmaciones de que las heridas tratadas con extractos de plantas se curan más rápido y mejor que las heridas no tratadas y el uso de estas plantas para el tratamiento de infecciones microbianas. Sin embargo, es necesario realizar el aislamiento y la caracterización de los compuestos bioactivos responsables de estas propiedades farmacológicas.

5. Conclusión

La hoja de metanol y la corteza del tallo de K. africana y los extractos de hoja de metanol y raíz de S. hispidus exhibieron actividades antioxidantes y antimicrobianas con rangos de CMI de 2,25 a 7,5 mg/ml y 2,5 a 10 mg/ml, respectivamente, frente a los organismos de prueba, propiedades curativas mejoradas de heridas y estas propiedades farmacológicas pueden justificar los usos medicinales de estas plantas para el tratamiento de infecciones microbianas y heridas. Se llevaría a cabo el fraccionamiento guiado por bioactividad y el aislamiento de los compuestos bioactivos responsables de las actividades biológicas.

Conflicto de intereses

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

Agradecimientos

Los autores desean expresar su agradecimiento al Sr. Thomas Ansah, del Departamento de Farmacología, KNUST, Kumasi, Ghana, por su asistencia técnica y a Nana Yaw Atefah por la recolección de las plantas. También reconocieron al Dr. Paul Ossei, del Departamento de Patología del Hospital Docente Komfo Anokye, Kumasi, Ghana, por su contribución a la evaluación patológica de tejidos de heridas.