Propriétés antimicrobiennes, Antioxydantes et cicatrisantes de Kigelia africana (Lam.) Beneth. et Strophanthus hispidus DC.

Résumé

Les infections microbiennes de divers types de plaies constituent un défi pour le traitement des plaies et la cicatrisation des plaies. L’étude visait à étudier les propriétés antimicrobiennes et antioxydantes des extraits de feuilles et d’écorce de tige de méthanol de Kigelia africana et des extraits de feuilles et de racines de méthanol de Strophanthus hispidus et à déterminer les propriétés cicatrisantes des extraits. Les activités antimicrobiennes des extraits de méthanol ont été déterminées contre deux bactéries à Gram positif et deux bactéries à Gram négatif et un champignon en utilisant des méthodes de diffusion sur gélose et de micro-dilution. L’activité antioxydante a été déterminée par la méthode du 1,1-diphényl-2-picryl-hydrazyle (DPPH). L’influence des extraits sur le taux de fermeture de la plaie a été étudiée à l’aide du modèle de plaie d’excision et une étude histopathologique des tissus de la plaie traités et non traités a été réalisée. Les CMI de l’extrait de feuille de K. africana contre les organismes d’essai étaient de 2,5 à 7,5 mg/ mL et l’extrait d’écorce de tige était de 2,25 à 7.5 mg/mL. L’extrait de feuille de S. hispidus avait une gamme de CMI de 2,5 à 7,5 mg / mL et de 2,5 à 10 mg / mL pour l’extrait de racine. La CI50 des extraits de feuilles et d’écorce de tige de K. africana était de 56,9 et 13,7 µg / mL, respectivement, et la feuille et la racine de S. hispidus étaient de 49,8 et 45,1 µg/mL, respectivement. Les extraits de K. africana (7,5% p / p) ont montré une contraction significative () de la plaie au jour 7 avec 72% de fermeture de la plaie tandis que des contractions significatives () de la plaie ont été observées au jour 11 pour l’écorce de tige de K. africana, les extraits de feuilles et de racines de S. hispidus. Les tissus de la plaie traités avec les extraits ont montré une collagénation améliorée, une ré-épithéliazition et une formation de granulation rapide par rapport aux tissus de la plaie non traités. Les extraits contiennent des alcaloïdes, des saponines, des tanins, des flavonoïdes, des glucides et des glycosides sapogénétiques. Les empreintes digitales HPLC des extraits ont été développées. Les extraits de feuilles, d’écorce de tige et de racines de K. africana et de S. hispidus présentaient des propriétés antimicrobiennes, antioxydantes et cicatrisantes améliorées, ce qui peut justifier les utilisations médicinales des plantes pour le traitement des infections microbiennes et des plaies.

1. Introduction

La blessure est la plus couramment utilisée lorsqu’on parle de blessure à la peau ou aux tissus ou organes sous-jacents par un coup, une coupure, un missile ou un coup de couteau. La plaie comprend également les lésions cutanées causées par des produits chimiques, le froid, la friction, la chaleur, la pression et les rayons, et la manifestation dans la peau d’affections internes, par exemple des escarres et des ulcères. Les blessures ont un impact considérable sur l’économie des soins de santé en voie de guérison. Les plaies chroniques représentent un fardeau sanitaire majeur et épuisent les ressources en soins de santé dans le monde, y compris au Ghana.

Un problème majeur avec les plaies est le risque élevé d’infection; par conséquent, si un agent actif contre ces microorganismes responsables de l’infection est utilisé dans le processus de guérison, cela aidera alors à réduire le risque d’infection et le temps global de cicatrisation peut être considérablement réduit. Par exemple, il est très facile pour les bactéries d’entrer par la peau cassée et de pénétrer dans le reste du corps. Les bactéries colonisent les plaies dans les 48 heures suivant la blessure et des bactéries telles que Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa et Streptococcus spp peuvent provoquer une infection et prolonger la phase inflammatoire de la cicatrisation des plaies. Par conséquent, des agents antimicrobiens appropriés peuvent être utilisés par voie topique ou systématique pour prévenir l’infection des plaies et accélérer le processus de cicatrisation des plaies.

Le processus d’inflammation conduit normalement à la libération de médiateurs biologiquement actifs pour attirer les neutrophiles, les leucocytes et les monocytes dans la zone de la plaie et ceux-ci attaquent les débris étrangers et les micro-organismes par phagocytose. Cela conduit ensuite à la production de radicaux libres d’oxygène tels que le peroxyde d’hydrogène, l’anion superoxyde et l’anion hydroxyle et l’excès de ces agents provoque des lésions tissulaires chez l’homme ou l’animal s’ils submergent les antioxydants naturels de l’hôte tels que la catalase, la superoxyde dismutase et la glutathion peroxydase. Par conséquent, les antioxydants empêchent l’activité des radicaux libres et empêchent ainsi les dommages aux cellules et aux tissus, offrant une protection aux sujets humains et animaux, et améliorent également la cicatrisation des plaies infectées et non infectées.

Kigelia africana (Lam.) Beneth. appartient à la famille des Bignoniacées. Il est connu sous le nom de « Nufutene » en Asante-Twi local au Ghana. Il est répandu en Afrique, y compris au Ghana, en Sierra Leone, en Gambie, au Soudan et au Nigeria, et on le trouve dans la savane humide et près des cours d’eau où il est présent en abondance. Il est utilisé pour traiter les affections cutanées, notamment les infections fongiques, les furoncles, le psoriasis et l’eczéma, la lèpre, la syphilis et le cancer. Les racines, le bois et les feuilles contiennent de la kigélinone, de l’acide vernolique, de la kigéline, des iridoïdes, de la lutéoline et de la 6-hydroxylutéoline. Les iridoïdes ont un effet antibactérien.

Strophanthus hispidus DC. appartient à la famille des Apocynacées et il est appelé « Maatwa » dans l’Asante-Twi local. On le trouve dans toute l’Afrique et dans les forêts de savanes du Ghana, du Sénégal, du Soudan, de la RD du Congo, de l’Ouganda et de la Tanzanie. Il a de nombreuses utilisations médicinales telles que l’antidote au poison du cobra à cou noir, dans le traitement des ulcères de la syphilis, de la syphilis osseuse et des plaies et plaies du ver de Guinée. La plante contient un glycoside amorphe (pseudo-strophanthine) avec de l’huile lourde, deux alcaloïdes (trigonelline et choline), de la résine, du mucilage et un sucre rhamnose. Le but de l’étude est d’étudier les propriétés antimicrobiennes, antioxydantes et cicatrisantes des extraits de feuilles et d’écorce de tige de méthanol de K. africana et des extraits de feuilles et de racines de méthanol de S. hispidus.

2. Matériaux et méthodes

2.1. Matériel végétal et produits chimiques

Écorce de tige et feuilles de K. africana et feuilles et racines de S. hispidus ont été collectés en mai 2011 à Krofrom dans le district d’Atwima-Kwanwoma de la région d’Ashanti et authentifiés par le Dr. A. Asase de l’Herbier du Ghana, Département de Botanique, Université du Ghana. Des spécimens de bons d’achat des plantes ont été déposés à l’Herbier du Ghana, Université du Ghana, Ghana. Les différentes parties de la plante ont été séchées à température ambiante (28-30°C) pendant deux semaines. Les parties de plantes séchées ont ensuite été broyées en poudre. Sauf indication contraire, tous les produits chimiques ont été achetés auprès de Sigma (Deisenhofen, Allemagne).

2.2. Préparation d’Extraits

Vingt grammes de feuilles de K. africana en poudre ont été ajoutés 300 mL de méthanol à 70% et extraits à l’Ultra-Turrax T 50 (Janke & Kunkel, Labortenik, Allemagne) sous refroidissement par glace à une vitesse de 24000 tr/ min pendant 3-5 min. Le mélange obtenu est ensuite filtré à l’aide du papier filtre Whatmann n°10. L’évaporateur rotatif a ensuite été utilisé pour concentrer le surnageant en dessous de 40°C et lyophilisé. La procédure a été répétée pour toutes les matières végétales en poudre restantes (écorce de tige de K. africana, feuilles et racines de S. hispidus). Les rendements en extrait de feuille (KAL) et en extrait d’écorce de tige (KASB) de K. africana et en extrait de feuille (SHL) et en extrait de racine (SHR) de S. hispidus étaient respectivement de 4,3, 12,8, 13,0 et 11,4% p/p (par rapport à la matière séchée).

2.3. Criblage phytochimique préliminaire

Un criblage phytochimique a été effectué sur les extraits de feuilles et d’écorce de tige au méthanol de K. africana et les feuilles et racines de S. hispidus pour vérifier la présence d’amidon, de tanins, de glycosides (sapogénétiques, anthracènes et cyanogénétiques), de flavonoïdes, de stéroïdes et d’alcaloïdes. La teneur en tanins a été déterminée selon les méthodes de Glasl et en utilisant du pyrogallol (Merck, Darmstadt, Allemagne, pureté 99,5%, CLHP) comme composé de référence.

2.4. Impression HPLC des extraits

L’impression HPLC des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) a été réalisée sur un système HPLC Thermo Finnigan utilisant Hypersil Gold C18, colonne à phase inversée (mm). La concentration en extraits était de 10 mg / mL. Conditions optimales de CLHP: Volume d’injection: 10 µL, Longueur d’onde de détection: 254 nm, Phase mobile: méthanol: eau / 50: 50 (condition isocratique), Température: 22 ° C, Pression de la pompe: 28 MPa, Débit: 1 mL / min et durée de fonctionnement: 10 min.

2.5. Détermination de l’Activité antimicrobienne des Extraits

2.5.1. Test de sensibilité aux antimicrobiens

Les activités antimicrobiennes des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) et des médicaments de référence (chloramphénicol et clotrimazole (Sigma, Deisenhofen, Allemagne) ont été déterminées selon la méthode décrite par Agyare et ses collègues. Les milieux gélose nutritive (Oxoid Limited, Royaume-Uni) et gélose sabouraud (Oxoid Limited, Royaume-Uni) ont été utilisés pour déterminer les activités antibactériennes et antifongiques, respectivement. Cent microlitre (106 ufc/mL) des organismes testés (Escherichia coli ATCC 25922, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Staphylococcus aureus ATCC 25923, Bacillus subtilis NCTC 10073 et Candida albicans, agent fongique clinique) ont été utilisés pour ensemencer des plaques de gélose nutritive et de gélose sabouraud, respectivement. Dans chacune de ces plaques, quatre (4) puits équidistants de 8 mm de diamètre ont été découpés à l’aide de foreur de liège stérile et de puits remplis de différentes concentrations d’extraits et de médicaments de référence dissous dans du diméthylsulfoxyde (DMSO) et laissés diffuser à température ambiante (28-30 °C) pendant 1 h. Les zones d’inhibition de la croissance ont été mesurées après 24 h d’incubation à 37°C (pour la bactérie) et 3 jours à 30°C (pour le champignon). L’activité du DMSO a été déterminée et n’a montré aucune activité contre les organismes testés.

2.5.2. Méthode de microdilution

Les MIC des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) contre les bactéries testées ont été déterminées en utilisant la technique de microdilution modifiée telle que décrite par Agyare et al. et Eloff. Des solutions d’essai (100 mg / mL) des extraits ont été préparées avec du DMSO et une solution d’essai (25-100 µL) a été diluée en série à 100 µg / mL et 100 µL (106 ufc / mL) des bactéries d’essai cultivées dans un bouillon nutritif (Oxoid Limited, Royaume-Uni) ajouté à chaque puits dans les microplaques. Les microplaques recouvertes ont été incubées à 37°C pendant 24 h. Pour indiquer la croissance, 30 µL de bromure de 3-(4,5-diméthylthiazol-2-yl)-2,5-diphényltétrazolium dissous dans l’eau ont été ajoutés aux puits de microplaques et incubés à 37 ° C pendant 30 min. Tester l’agent fongique (C. albicans) a été cultivé dans un bouillon de dextrose sabouraud (Oxoid Limited, Royaume-Uni) puis incubé pendant 3 jours à 30 ° C. Les CMI des extraits de KAL, KASB, SHL et SHR contre le champignon d’essai ont été déterminées selon les directives décrites dans le Comité National des Normes de Laboratoire Clinique pour les champignons filamenteux. Les concentrations minimales inhibitrices des extraits contre les organismes testés ont été détectées comme la concentration minimale d’extraits qui n’ont pas présenté de croissance microbienne après l’ajout de MTT dans le milieu et l’incubation à 37 ° C pendant 20 min. Les expériences ci-dessus ont été répétées trois fois.

2.6. Détermination de l’activité de Piégeage des Radicaux libres

Les activités de piégeage des radicaux libres des extraits ont été déterminées selon la méthode de Chizzola et de ses collègues en utilisant le 1, 1-diphényl-2-picryl-hydrazyle (DPPH). Une solution (0,1 mM) de DPPH dans le méthanol a été préparée et 10 µL de cette solution ont été ajoutés à 100 µL d’extraits de méthanol avec de l’α-tocophérol à différentes concentrations dans des plaques de microtitre à 96 puits. Les plaques ont été agitées pendant 30 sec et après 30 min l’absorbance a été mesurée à 517 nm. Le pourcentage d’inhibition (%) du piégeage radicalaire a été calculé à l’aide de l’équation suivante. L’inhibition, où est l’absorbance du témoin, est l’absorbance de l’échantillon à 517 nm et la Concentration inhibitrice, IC50 est la quantité (µg / mL) réduisant l’absorbance de 50%.

2.7. Évaluation des Propriétés Cicatrisantes (Modèle de Plaie d’Excision)

2.7.1. Animaux de laboratoire

Trente-cinq rats (femelles Sprague Dawley) ont été logés dans des cages en acier inoxydable et nourris avec un régime alimentaire normal de rats commerciaux (GAFCO, Tema, Ghana), avec de l’eau ad libitum et maintenue dans des conditions de laboratoire (température 28-30 ° C, humidité relative 60-70% et cycle normal lumière-obscurité). Un jour avant l’expérience, les rats ont été amenés au laboratoire et habitués à la manipulation de l’expérimentateur et de l’appareil pour minimiser l’effet du stress et de la nouveauté. Toutes les procédures et techniques utilisées dans ces études étaient conformes aux Directives de l’Institut national de la Santé pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire (NIH, publication No 83-23 du Département des Services de Santé, révisée en 1985). Les protocoles de l’étude ont été approuvés par le Comité d’éthique du Ministère.

2.7.2. Modèle de plaie d’excision

Les animaux (rats Sprague Dawley femelles) pesant de 115 à 120 g ont été anesthésiés avec de la kétamine à raison de 120 mg / kg de poids corporel par voie sous-cutanée avant la création des plaies. La fourrure dorsale des animaux a été rasée à un diamètre circulaire d’environ 40 mm au moyen de lames de rasoir et la zone prévue de la plaie à créer a été délimitée sur la peau rasée. Les zones ont été nettoyées avec de l’éthanol à 70% avant la création des plaies d’excision selon la méthode modifiée de Bhakta et al. . Des plaies cutanées ont été créées le long des marques à l’aide de pinces dentées, de lames chirurgicales et de ciseaux pointus. Les plaies entières ont été laissées ouvertes et les animaux divisés en sept (7) groupes de cinq animaux chacun. Le premier groupe a été traité par voie topique avec une pommade à 1% p/p de sulfadiazine d’argent (Arytons Drugs, Ghana) comme médicament de référence. Le deuxième groupe a été traité avec de la crème aqueuse (véhicule seul). Le troisième groupe n’a pas été traité et a permis une cicatrisation normale des plaies. Les quatre derniers groupes ont été traités avec des crèmes d’extrait à 7,5% p / p (KAL, KASB, SHL et SHR), respectivement. Le traitement de la plaie a commencé le 2ème jour après la création de la plaie. Les extraits et les médicaments de référence ont été appliqués par voie topique sur les plaies 24 heures sur 24 pendant 24 jours. Au cours du traitement, des photographies à l’échelle des zones de la plaie ont été prises (au moyen d’un appareil photo numérique haute résolution) à côté d’une mesure à l’échelle millimétrique toutes les 48 h à partir du premier jour de traitement de la plaie. Les zones de la plaie ont été déterminées tous les deux jours jusqu’au 24e jour.

2.8. Études histopathologiques

Des échantillons de tissus de plaies provenant d’animaux non traités et traités ont été prélevés pendant le processus de guérison au jour 14. La cicatrice de plaie en coupe transversale pleine épaisseur, de sections d’environ 6 mm d’épaisseur de chaque groupe, a été collectée à la fin de l’expérience pour évaluer les altérations histopathologiques. Les échantillons ont été fixés dans du formol tamponné à 10% pendant 24 h et déshydratés avec une séquence de solutions de la série éthanol-xylène, traités et bloqués avec de la paraffine à 40-60 ° C, puis sectionnés en sections de 5-6 µm d’épaisseur. Les sections ont été colorées avec une tache d’hématoxyline et d’éosine, la tache de Van Gieson et la tache bleue de toluidine. Les sections colorées à l’hématoxyline et à l’éosine et les sections colorées de Van Gieson ont été vérifiées pour le dépôt de collagène. Des sections colorées au bleu de toluidine ont été utilisées pour colorer les mastocytes.

2.9. L’analyse statistique

GraphPad Prism Version 5.0 pour Windows (GraphPad Software, San Diego, CA, USA) a été utilisée pour toutes les analyses statistiques. Les données sont présentées sous forme de moyenne SEM() et analysées par ANOVA unidirectionnelle suivie du test de comparaison multiple de Dunnet. *, ** et *** ont été considérés statistiquement significatifs dans toutes les analyses. Les graphiques ont été tracés à l’aide de Sigma Plot pour Windows Version 11.0 (Logiciel Systat Inc., Allemagne).

3. Résultats

3.1. Criblage phytochimique préliminaire

Les feuilles et l’écorce des tiges de K. africana et de S. hispidus contiennent des tanins (en quantités variables), des stéroïdes, des saponines, des glycosides sapogénétiques et des glucides, tandis que les feuilles des deux plantes contiennent des flavonoïdes. Des alcaloïdes étaient présents dans la feuille et la racine de S. hispidus (tableau 1).

3.2. Impression HPLC des extraits

L’impression HPLC des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) a été déterminée pour identifier les principaux pics (composés) dans les différents extraits aux fins d’identification et de contrôle de la qualité (Figures 1, 2, 3 et 4).

Figure 1

Chromatogramme HPLC (impression au doigt) d’extrait de feuille de méthanol (KAL) de K. africana à 254 nm.

Figure 2

HPLC chromatogram (finger-printing) of methanol stem bark extract (KASB) of K. africana at 254 nm.

Figure 3

HPLC chromatogram (finger-printing) of methanol leaf extract (SHL) of S. hispidus at 254 nm.

Figure 4

Chromatogramme HPLC (impression au doigt) d’extrait de racine de méthanol (SHR) de S. hispidus à 254 nm.

3.3. Activité antimicrobienne

Les extraits de méthanol (KAL, KASB, SHL et SHR) se sont révélés actifs contre les organismes testés (E. coli, P. aeruginosa, S. aureus, B. subtilis et C. albicans) avec des zones moyennes d’inhibition variables et P. aeruginosa s’est avéré moins sensible aux extraits. Les plages de concentration inhibitrices minimales de K. les extraits d’africana (KAL et KASB) contre les organismes testés étaient de 2,25 à 7,5 mg/mL et ceux des extraits de S. hispidus (SHL et SHR) étaient de 2,5 à 10 mg/mL (Tableau 2). En ce qui concerne la méthode de diffusion sur gélose, tous les extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) à des concentrations de 20 et 50 mg/mL présentent des zones d’inhibition plus élevées contre les organismes testés que la concentration de 10 mg/mL (Tableau 3).

3.4. Activité antioxydante

Tous les extraits ont montré un certain niveau de propriétés antioxydantes, le KASB ayant la CI50 la plus faible et le KAL ayant la plus faible activité de balayage libre (tableau 4 et figure 5).

Figure 5

Activités de piégeage des radicaux libres de l’extrait de feuille de méthanol (KAL) et de l’extrait d’écorce de tige (KASB) de K. africana et de l’extrait de feuille (SHL), de l’extrait de racine (SHR) de S. hispidus et -tocophérol (antioxydant de référence) déterminés par la méthode DPPH.

3.5. Activité de cicatrisation (Taux de fermeture de la plaie)

Tous les groupes traités par extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) présentaient des activités significatives sur les taux de fermeture de la plaie par rapport au véhicule non traité et au véhicule seul, KAL et SHL ayant des influences significatives (et, resp.) sur le taux de fermeture de la plaie du 7ème au 15ème jour après le traitement (Figures 6 et 8, Tableau 5) et KASB et SHR présentant des effets similaires significatifs sur la cicatrisation de la plaie du 10ème au 18ème jour après le traitement (Figures 7 et 9, tableau 5).

3.6. Études histopathologiques

Les études histologiques ont révélé une prolifération abondante de fibroblastes avec un degré variable de fibrose. Les échantillons ont montré une fibrose dense et épaissie de 70 à 80% pour les plaies traitées avec les extraits tandis que la pommade à 1% p / p de sulfadiazine d’argent (témoin positif) a montré une fibrose de 60 à 70%. Les cellules fibroblastiques et les fibres de collagène étaient bien présentes dans les groupes traités de référence et d’extraits par rapport aux groupes témoins non traités. Il y a eu une angiogenèse abondante, une collagénation accrue et une réépithélialisation, preuve de réponses marquées au traitement au milieu d’une inflammation persistante avec des tissus de la plaie traités avec les extraits par rapport aux tissus de la plaie non traités (figure 10).

( a)

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( c)

( d)

( e)

( d)

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(d)
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(f)

Figure 10

Examen histopathologique des tissus de la plaie traités avec un véhicule, des extraits et des tissus non traités. Images représentatives colorées à l’hématoxyline et à l’éosine, à la teinture de Van Gieson et à la teinture au bleu de toluidine traitées quotidiennement avec des crèmes à 7,5% p / p d’extrait de feuille de méthanol (KAL) de K. africana (a), d’extrait d’écorce de tige de méthanol (KASB) de K. africana (b), de crème d’extrait de feuille de méthanol (SHL) de S. hispidus (c) et de crème d’extrait de racine de méthanol (SHR) de S. hispidus (d) et des tissus de plaie non traités (e) pendant 14 jours. (a) KAL: angiogenèse abondante, collagénation accrue et réépithélialisation, évidentes de réponses marquées au traitement au milieu d’une inflammation persistante. b) KASB: angiogenèse appréciable et formation de tissus de granulation avec preuve d’apoptose suite à une nécrose tissulaire avec une collagénation et une réépithélialisation moins intenses. (c) SHL: Avec une collagénation et une réépithélialisation intenses appréciables. (d) SHR: Avec une formation de tissu de granulation appréciable se manifestant par un remplissage de tissu. La collagénation et la réépithélialisation ont également été sérieusement comparées au tissu de la plaie non traité. (e) Tissus de la plaie non traités présentant une inflammation persistante avec une zone de plaie incomplète; preuve d’une mauvaise formation de tissu de granulation, d’une collagénation et d’une réépithélialisation, mais d’une angiogenèse abondante. (f) Les tissus de plaies traités avec de la sulfadiazine d’argent à 1% p / p ont montré une formation rapide de tissus de granulation, une collagénation, une cicatrisation accrue évidente et une réépithélialisation évidente de la surface kératinique de la plaie. Légende: AG: angiogenèse, CO: collagénation, DS: espace mort après nécrose, GR: tissu de granulation après apoptose, IC: zone de plaie incomplète, SI: tissu enflammé, KE: épithélium kératinique, ND: débris nécrotiques d’inflammation persistante. RÉ: réépithélialisation.

4. Discussion

La présente étude décrit certaines des activités biologiques, y compris les propriétés antimicrobiennes et cicatrisantes des feuilles, de l’écorce de tige et des extraits de racines des plantes tropicales K. africana et S. hispidus. Les produits végétaux sont des agents cicatrisants potentiels, et largement préférés en raison de leur disponibilité généralisée, de leurs effets secondaires moindres ou nuls et de leur efficacité en tant que préparations brutes. Le criblage phytochimique des feuilles séchées et de la racine de S. hispidus a révélé la présence de tanins, d’alcaloïdes, de saponines, de stéroïdes, de glucides et de glycosides sapogénétiques et de flavonoïdes dans les feuilles. Les alcaloïdes étaient absents des feuilles séchées et de l’écorce de la tige de K. africana et des saponines, des stéroïdes, des glucides et des glycosides sapogénétiques étaient présents dans les deux matières végétales. Des flavonoïdes ont également été trouvés dans les feuilles de K. africana (tableau 1). L’impression HPLC des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) a également été développée à des fins d’identification et de contrôle de la qualité (figures 1, 2, 3 et 4).

Les constituants phytochimiques d’une plante déterminent souvent l’action physiologique sur le corps humain. Les antioxydants sont des agents qui protègent les cellules contre les dommages causés par des molécules appelées radicaux libres. Les activités antioxydantes des extraits sont principalement dues à la présence de composés phénoliques tels que les flavonoïdes, les acides phénoliques, les tanins et les diterpènes phénoliques. Par conséquent, les constituants des extraits, tels que les tanins et les flavonoïdes, jouent un rôle majeur dans la cicatrisation des plaies en prévenant et en protégeant les dommages oxydatifs des radicaux libres.

L’activité antimicrobienne des extraits au méthanol des feuilles et de l’écorce de tige de K. africana et des feuilles et racines de S. hispidus a été déterminée contre quatre bactéries, deux bactéries à Gram positif (S. aureus et B. subtilis), deux bactéries à Gram négatif (E. coli et P. aeruginosa) et un champignon (C. albicans), en utilisant la méthode de diffusion de gélose sur plaque de coupe. Les extraits méthanol des deux plantes étaient actifs contre tous les organismes testés (tableau 2). La concentration minimale inhibitrice (CMI) a été déterminée comme étant la plus faible concentration d’extrait brut à laquelle aucune croissance microbienne et CMI de KAL contre S. aureus, B. subtilis, E. coli, P. aeruginosa et C. albicans étaient respectivement de 5, 2,5, 5,5, 7,5 et 2,5 mg / mL et celle de KASB était respectivement de 5, 5,5, 5,25, 7,5 et 2,25 mg/mL. Les extraits de SHL et de SHR présentaient également une activité antimicrobienne similaire et leurs CMI se situaient dans la même gamme que les extraits de K. africana (tableaux 2 et 3). Les activités antibactériennes et antifongiques des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) étaient similaires à celles des extraits de feuilles de Kigelia pinnata (Jacq.) DC. tel que rapporté par Binutu et coll. . L’action antimicrobienne des extraits peut être attribuée au caractère astringent des constituants phénoliques dont les tanins et autres polyphénols présents dans les extraits.

La présence de bactéries pathogènes telles que le staphylocoque, le streptocoque et le Pseudomonas dans les plaies peut normalement entraîner une infection des plaies pouvant entraîner la formation de plaies chroniques. À partir de cette étude, il a été réalisé que les extraits de K. africana et de S. hispidus présentaient une activité antimicrobienne forte et à large spectre contre ces agents pathogènes. Comme la plupart des CMI des extraits contre les organismes testés étaient inférieurs à 8 mg / mL, on pourrait en déduire que les extraits présentaient une puissante activité antimicrobienne selon Fabry et ses collègues. L’application topique d’agents antimicrobiens ou d’extraits est une méthode thérapeutique efficace pour détruire les populations microbiennes en raison de la disponibilité des agents actifs au site de la plaie, ce qui entraîne une activité de cicatrisation accrue.

Les valeurs CI50 des extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) étaient respectivement de 1,5, 56,9, 13,7, 49,8 et 45,1 µg/mL (tableau 4). Ces résultats suggèrent que ces extraits possèdent des propriétés antioxydantes à l’exception des extraits de S. hispidus, ce qui pourrait faciliter la cicatrisation des plaies. Cela peut indiquer que les utilisations traditionnelles de S. l’hispide en tant qu’agent cicatrisant peut ne pas être nécessairement dû à son activité antioxydante, mais plutôt à d’autres effets biologiques. Les valeurs CI50 des feuilles et de l’écorce de la tige de K. africana étaient similaires aux résultats de Gathirwa et de ses collègues.

Les extraits (KAL, KASB, SHL et SHR) ont eu une influence significative sur le taux de fermeture de la plaie en fonction des différents jours de traitement des plaies avec les extraits par rapport aux non traités. L’extrait de SHL a montré un effet accru significatif sur le processus de cicatrisation au jour 11 () avec un pourcentage de fermeture de la plaie de 90.13 (Figure 8) par rapport aux plaies non traitées. L’influence de la SHL sur les plaies était similaire à celle de l’extrait de SHR avec une augmentation significative du taux de contraction de la plaie au jour 11 () et une fermeture de la plaie de 91,72% (Figure 9). L’influence de l’extrait de KASB (figure 7) était similaire à celle des extraits de SHL et de SHR. Cependant, l’extrait de KAL a considérablement amélioré la contraction de la plaie du jour 7 () avec une fermeture de la plaie de 85,1% (Figure 6) au 17e jour. L’examen histopathologique des tissus de la plaie a révélé une angiogenèse abondante, une collagénation accrue et une réépithélialisation par rapport aux plaies non traitées (figure 10). Ces activités biologiques des extraits peuvent être dues à la prolifération accrue des fibroblastes et des kératinocytes et à la réduction réussie des bactéries pathogènes par les extraits et celles-ci peuvent être attribuées aux constituants phytochimiques des extraits.

Les effets observés dans les plaies traitées uniquement à la crème et les plaies non traitées n’étaient pas statistiquement significatifs par rapport aux plaies traitées aux extraits ou à la sulfadiazine d’argent (référence). Cela peut également indiquer que les composants de la crème aqueuse n’ont pas interféré avec l’activité des extraits et que les effets renforcés des extraits peuvent donc être uniquement dus aux principes bioactifs présents dans ces extraits. Les effets cicatrisants des extraits peuvent être dus aux différents constituants phytochimiques qu’ils contiennent. Les tanins tels que les proanthocyanidines et d’autres tanins, notamment l’acide tannique, la géraniine et la furosine, sont connus pour faciliter la cicatrisation des plaies. Les extraits ont été trouvés pour contenir des flavonoïdes et des saponines et ces métabolites secondaires ont été trouvés pour améliorer la cicatrisation des plaies et, par conséquent, les effets améliorés de cicatrisation des plaies des extraits peuvent être attribués à leurs constituants phytochimiques.

Les résultats ci-dessus peuvent étayer les affirmations selon lesquelles les plaies traitées avec des extraits de plantes guérissent plus rapidement et mieux que les plaies non traitées et l’utilisation de ces plantes pour le traitement des infections microbiennes. Cependant, l’isolement et la caractérisation du ou des composés bioactifs responsables de ces propriétés pharmacologiques doivent être effectués.

5. Conclusion

Les extraits de feuilles et de tiges de méthanol de K. africana et de feuilles et de racines de méthanol de S. hispidus présentaient des activités antioxydantes et antimicrobiennes avec des plages de CMI de 2,25 à 7,5 mg / mL et de 2,5 à 10 mg / mL, respectivement, contre les organismes testés, des propriétés cicatrisantes améliorées et ces propriétés pharmacologiques peuvent justifier les utilisations médicinales de ces plantes pour le traitement des infections microbiennes et des plaies. Le fractionnement guidé par la bioactivité et l’isolement des composés bioactifs responsables des activités biologiques seraient effectués.

Conflit d’intérêts

Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs souhaitent exprimer leur gratitude à M. Thomas Ansah du Département de pharmacologie, KNUST, Kumasi, Ghana pour son assistance technique et à Nana Yaw Atefah pour la collecte des plantes. Ils ont également reconnu le Dr. Paul Ossei du Département de pathologie de l’Hôpital universitaire Komfo Anokye, Kumasi, Ghana pour sa contribution à l’évaluation pathologique des tissus de plaies.